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Estudio morfológico y molecular en un modelo de infección por zika durante la neurogénesis embrionaria

dc.rights.licenseAtribución-NoComercial-SinDerivadas 4.0 Internacional
dc.contributor.advisorRengifo Castillo, Aura Caterine
dc.contributor.advisorTorres Fernández, Orlando
dc.contributor.advisorDueñas Gómez, Zulma Janeth
dc.contributor.authorRosales Munar, Alicia Alejandra
dc.date.accessioned2022-07-06T19:59:20Z
dc.date.available2022-07-06T19:59:20Z
dc.date.issued2022-06-01
dc.identifier.urihttps://repositorio.unal.edu.co/handle/unal/81685
dc.descriptionilustraciones fotografías, gráficas, tablas
dc.description.abstractLa enfermedad del virus Zika (ZIKV) ha generado graves problemas en la salud pública desde su aparición en los brotes de las Américas del 2015-2016. Esta enfermedad puede causar trastornos en el neurodesarrollo como microcefalia; una condición que genera, entre otras, disfunciones motoras, visuales, auditivas y cognitivas. A pesar de un gran número de publicaciones sobre la patogénesis del ZIKV aún se desconocen los mecanismos asociados a la infección de las células del sistema nervioso, por ello, el objetivo de este trabajo consistió en evaluar los cambios morfológicos y la participación de marcadores del neurodesarrollo en la infección por virus del Zika durante la neurogénesis embrionaria en un modelo murino. Para cumplir este objetivo se inocularon cinco ratones hembra BALB/c en el estadío temprano de gestación E6,5 por la vía intraperitoneal, con una dosis de interferón y al siguiente día (E7,5) con una dosis de 9,4 x 105 PFU del ZIKV. Se llevó a cabo la eutanasia de las hembras en el estadío embrionario E14,5; momento en donde se da la convergencia para la corticogénesis y cerebelogénesis en el ratón. A continuación, se realizó la extracción de los encéfalos de los embriones para evaluar la expresión de los marcadores del neurodesarrollo (DCX, MCPH1, NES, TBR2, GFAP, CEP-152 y RELN) y para ensayos histológicos e inmunohistoquímicos únicamente en el tejido cerebral. En la evaluación de expresión de los marcadores de neurodesarrollo evaluados se encontró que la infección por ZIKV altera significativamente la expresión de DCX, CEP-152, TBR2 y RELN proteínas cruciales para el desarrollo cortical y cerebelar. Además, en los resultados obtenidos de inmunohistoquímica e hibridación in situ observamos que las regiones con más antígeno y ARN de replicación del ZIKV fueron el mesencéfalo, rombencéfalo y médula espinal, regiones donde también encontramos un mayor número de alteraciones asociadas a procesos morfológicos relacionados a procesos de degeneración celular y marcación positiva para caspasa. Por otro lado, se realizaron ensayos de acoplamiento molecular entre las proteínas seleccionadas para el proyecto (DCX, MCPH1, CEP152, RELN, TBR2, GFAP y NES) con las proteínas de replicación NS4A y NS5 del ZIKV y se encontraron energías de interacción favorables para MCPH1, RELN, DCX y TBR2 con NS4A del ZIKV. Con este trabajo se concluye que el virus zika genera alteraciones morfológicas como la aparición de núcleos picnóticos altamente asociadas a la presencia y replicación viral del mismo. Se reporta por primera vez cambios en la expresión de marcadores del neurodesarrollo cortical y cerebelar asociados a la infección por el ZIKV como MCPH1, CEP-152, RELN, TBR2, además, este estudio es el primer reporte en donde se evidencia interacción molecular entre las proteínas del neurodesarrollo MCPH1, DCX, RELN y TBR2 con la proteína de replicación viral NS4A. Estos resultados postulan a los genes evaluados como posibles blancos de unión al ZIKV y permiten plantear futuros mecanismos de infección por el ZIKV. (Texto tomado de la fuente).
dc.description.abstractZika virus disease (ZIKV) has generated serious public health problems since its appearance between 2015–2016 years of outbreaks in the Americas. This disease can cause neurodevelopmental disorders such as microcephaly; a condition that generates, among others, motor, visual, auditory and cognitive dysfunctions. Despite numerous publications on the pathogenesis of ZIKV, the mechanisms associated with the infection of nervous system cells are still unknown. Therefore, this study evaluated the morphological changes and the participation of neurodevelopmental markers in ZIKV infection during embryonic neurogenesis in a murine model. To accomplish this objective, five female BALB/c mice at early gestational stage E6.5 were inoculated intraperitoneally with a dose of interferon and the following day (E7.5) with a 9.4 x 105 PFU dose of ZIKV. The females were euthanized at the E14.5 embryonic stage, when the convergence for corticogenesis and cerebellogenesis occurs in the mouse. Then, the embryos' brains were extracted to evaluate the expression of neurodevelopmental markers (DCX, MCPH1, NES, TBR2, GFAP, CEP-152 and RELN) and for histological and immunohistochemical assays only in brain tissue. In the evaluation of expression of the neurodevelopmental markers evaluated, it was found that ZIKV infection significantly alters the expression of DCX, CEP-152, TBR2 and RELN proteins crucial for cortical and cerebellar development. Additionally, in the results obtained from immunohistochemistry and in situ hybridization, we observed that the regions with more antigen and replication RNA of ZIKV were the midbrain, hindbrain and spinal cord, regions where we also found a greater number of alterations associated with morphological processes related to processes of cell degeneration and positive labeling for caspase. By the other hand, molecular docking assays were performed between the proteins selected for the project (DCX, MCPH1, CEP152, RELN, TBR2, GFAP and NES) with the replication proteins NS4A and NS5 of ZIKV and favorable interaction energies were found for MCPH1, RELN, DCX, and TBR2 with NS4A of ZIKV. This work concludes that the Zika virus generates morphological alterations such as the appearance of pyknotic nuclei, highly associated with the presence and viral replication of the virus. We report for the first time changes in the expression of cortical and cerebellar neurodevelopmental markers associated with ZIKV infection such as MCPH1, CEP-152, RELN, TBR2, in addition, this study is the first report where the molecular interaction between the neurodevelopmental proteins MCPH1, DCX, RELN, and TBR2 with the viral replication protein NS4A is evidenced. These results postulate the genes evaluated as possible binding targets for ZIKV and allow us to consider future mechanisms of ZIKV infection.
dc.format.extent78 páginas
dc.format.mimetypeapplication/pdf
dc.language.isospa
dc.publisherUniversidad Nacional de Colombia
dc.rights.urihttp://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/4.0/
dc.subject.ddc000 - Ciencias de la computación, información y obras generales::006 - Métodos especiales de computación
dc.subject.ddc570 - Biología::576 - Genética y evolución
dc.titleEstudio morfológico y molecular en un modelo de infección por zika durante la neurogénesis embrionaria
dc.typeTrabajo de grado - Maestría
dc.type.driverinfo:eu-repo/semantics/masterThesis
dc.type.versioninfo:eu-repo/semantics/acceptedVersion
dc.publisher.programBogotá - Medicina - Maestría en Neurociencias
dc.description.degreelevelMaestría
dc.description.degreenameMagíster en Neurociencias
dc.description.methods5.1 Consideraciones éticas para el uso de animales de laboratorio Para el adecuado uso de animales y el manejo de muestras de tejido animal se siguieron las normas técnicas y éticas vigentes de Colombia y las guías internacionales en cuidado y uso de animales de laboratorio que se acogen en el país (145) y de la directiva Europea (146), así como en Bioseguridad el BMBL del CDC-NIH, (147) y el Manual OMS 3ª edición (148). Se tuvieron en cuenta las disposiciones y recomendaciones consignadas en la Resolución 8430 de 1993 del Ministerio de Salud por la cual se establecen las normas científicas, técnicas y administrativas para la investigación en salud y en su Título V la investigación biomédica en animales; normatividad jurídica que regula la experimentación animal en Colombia incluida en la ley 84 de 1989 por la cual se adopta el “Estatuto Nacional de Protección de los Animales y las disposiciones sobre métodos de manejo y cuidado de animales de laboratorio usados en Latinoamérica que a la vez consideran los lineamientos internacionales (149). Adicional a lo anterior este trabajo acogió a todas las recomendaciones dictadas por el Instituto Nacional de Salud (INS) (lugar en donde se desarrolló el trabajo de investigación). Este trabajo forma parte de los compromisos adquiridos en el marco del proyecto “Estudio del efecto de la infección por virus ZIKA sobre la citomorfología, la neurobioquímica, y el neurodesarrollo en modelos in vivo e in vitro” Financiado por Colciencias (Minciencias) y el INS para lo cual los procedimientos aquí descritos fueron avalados por el Comité de Ética en Investigación (CEIN) del INS (Acta No. 13 de 2016). Adicionalmente, este proyecto de tesis fue avalado por el Comité de Ética de la Facultad de Ciencias de la Universidad Nacional. 5.2 Establecimiento del modelo de infección prenatal Se inocularon cinco ratones hembra BALB/c en el estadío temprano de gestación E6,5 por la vía intraperitoneal, con una dosis de interferón de 125 mg ref: I-401 (Leinco techologies, Inc) y al siguiente día (E7,5) con una dosis de 9,4 x 105 PFU de ZIKV de una cepa circulante en las Américas capaz de infectar el tejido cerebral y generar signos neurológicos; cepa aislada y caracterizada por nuestro grupo de trabajo en el INS (123). También se inoculó el mismo número de hembras con solución vehículo desprovista del virus, para tener un grupo control. Todas las inoculaciones se realizaron previo al proceso de neurulación (E8-E9,5) y los sacrificios de las hembras se realizaron en el estadío embrionario E14,5 debido a los importantes eventos de convergencia del neurodesarrollo cortical y cerebelar que se presentan en dicha etapa (24). Para determinar los estadios de inoculación, se realizó el apareamiento de las ratonas BALB/c en el ciclo estral de diestro (establecido citología vaginal), a partir de este momento se contaron días y horas de preñez. Además, se realizaron mediciones diarias del peso de las hembras y las ratonas que presentaban un aumento del peso eran seleccionadas para los ensayos de inoculación. En total se inocularon 10 hembras gestantes, cinco con virus y cinco controles, este número de ensayos se llevó a cabo teniendo en cuenta la cantidad mínima de ensayos requeridos para obtener una preñez efectiva de acuerdo con la experiencia previa del grupo de trabajo en este tipo de ensayos, basados en el principio de las tres R de Russel: reducción, refinamiento y reemplazo (150). Con estas inoculaciones se logró obtener un grupo mínimo de tres hembras preñadas infectadas con sus respectivos controles. 5.3 Eutanasia y manejo de muestras La eutanasia de las hembras gestantes se llevó a cabo en cámara de CO2, se y para los embriones se realizó mediante la exposición a un caudal mayor de CO2. La mayor exposición a los gases se realizó debido a que en etapas tempranas del desarrollo embrionario o posnatal temprano la rata y el ratón resisten altamente las condiciones de hipoxia (151). Cada embrión fue extraído dentro de su saco embrionario en donde contenían la placenta de cada embrión. Los procedimientos que involucraron intervenciones madre-cría fueron coordinados por un médico/a veterinario (en el Bioterio del INS) entrenado en este tipo de procedimientos que aseguró el manejo adecuado de los animales. A continuación, se realizó la extracción de los encéfalos de los embriones para evaluar la expresión de los marcadores y los daños histopatológicos únicamente en el tejido cerebral. Los embriones control e infectados fueron separados en dos grupos como se explica más adelante, la mitad de los embriones obtenidos de cada madre inoculada se ubicó en un vial de 1,5 ml con 500 uL de RNAlater® (Qiagen Inc, USA) y las muestras se almacenaron a - 80°C, hasta su posterior procesamiento. La otra mitad de los embriones se fijó en una solución de paraformaldehído al 4%, para ensayos histológicos e inmunohistoquímicos. 5.4 Metodología por objetivo 5.4.1. Coloraciones de Hematoxilina-Eosina (H&E) (Objetivo 1) Se realizaron coloraciones de H&E en los tejidos cerebrales para evaluar cambios neurohistológicos o citopáticos convencionales previamente mencionados en ensayos de infección por ZIKV tales como calcificaciones, necrosis, cuerpos picnóticos y otras formas de muerte celular. Las interpretaciones de los ensayos histológicos se realizaron mediante la asesoría del grupo de patología del Instituto Nacional de Salud, aquí, se construyó una matriz de las diferentes áreas cerebrales evaluadas para establecer asociaciones entre el tipo de daño celular y la cantidad de antígeno viral expresado en unidades de densidad óptica (tabla 5). 5.4.2. Ensayos de relación entre porcentaje de células infectadas y alteraciones morfológicas En los estudios histológicos se llevaron a cabo ensayos de hibridación in situ en cortes seriados con el fin de evaluar las diferencias entre el porcentaje de células infectadas por cada técnica y establecer relaciones con el grado de daño o alteraciones morfológicas observadas en los encéfalos de embriones analizados. 5.4.3. Ensayos histológicos e inmunohistoquímicos (IHQ) (Objetivo 1) Para el análisis de los cambios histológicos de ratones BalB/c infectados con Zika, los encéfalos de los embriones fijados en paraformaldehído 4% -DEPC (diethilpirocarbonato), se incluyeron en parafina y se realizaron cortes de 4 micras en sentido sagital. Estos cortes fueron recogidos sobre láminas cargadas y se llevaron a cabo tinciones H&E así como ensayos inmunohistoquímicos para detectar antígeno viral de Zika mediante el kit MACH4 AP polymer marca Biocare Medical y un anticuerpo policlonal contra Zika donado por el CDC. El protocolo de inmunohistoquímica en lámina se realizó de acuerdo con ensayos previamente estandarizados en el grupo de Morfología Celular del INS (152-154) o por el protocolo del kit MACH4 (Rochem Biocare). 5.4.4. Ensayos de hibridación in situ (ISH) (Objetivo 1) Las muestras fueron fijadas en paraformaldehído (PFA) 4% -DEPC para evitar la presencia de RNasas que pueden alterar la integridad de las sondas, por esta razón, todos los procesos de deshidratación se realizaron con etanol grado molecular y diluidos con H2O-DEPC. Cada ensayo contó con tejidos control tanto positivos como negativos. Para los ensayos de ISH se utilizaron sondas previamente diseñadas por nuestro equipo de trabajo (155) y sintetizadas con los primers forward y reverse respectivamente; las sondas fueron detectadas con el conjugado de digoxigenina (DIG). Los tejidos pasaron por un proceso de desparafinación y rehidratación usando un coplin de vidrio de 60ml estéril. Los cortes de los tejidos se ubicaron sobre láminas cargadas de manera electrostática, se incubaron con aproximadamente 400 µl de H20-DEPC y se procedió a realizar la digestión enzimática con 1µL de proteinasa K por 15 minutos a 37°C en cámara húmeda. Los tejidos pasaron por una post-fijación con PFA 4%-DEPC por 20 minutos a temperatura ambiente en cámara húmeda. Después de unos lavados con PBS 1X-DEPC se realizó la prehibridación en la cual los tejidos se incubaron a 70°C por 5 minutos en la solución de hibridación compuesta de (10ml total): Formamida 100% (5ml), SSC 20X (2.5 ml), Tween 100% (0.01ml), Heparina 100mg/ml (0.01ml), SDS 100% (1ml), Denhart´s solution 50X (0.2ml), tRNA 10mg/ml (2.5ml) y H2O-DEPC (1.03ml). Las muestras y las sondas pasaron por un proceso de desnaturalización con la solución de hibridación a 70°C por 5 minutos y se incubaron con 400 µL de sonda a 65°C por toda la noche en cámara húmeda. Se utilizaron sondas conjugadas con digoxigenina (DIG). Las sondas sintetizadas con el primer forward acoplado al promotor SP6 para hibridación con el ARN de replicación del ZIKV (hebra antisentido) y las sondas sintetizadas con el primer reverse acoplado con el promotor T7 para hibridación con el ARN genómico del virus Zika (hebra sentido). Pasado el tiempo de incubación, se procedió a realizar lavados con la solución de hibridación sin sondas a 75, 50 y 25 %, a una temperatura de 65°C por 10 minutos cada una. El revelado se llevó a cabo con NBT/BCIP (SIGMA) en cámara húmeda cubierta de la luz; el tiempo de exposición fue definido dependiendo de la coloración deseada con revisiones periódicas cada 30 minutos. 5.4.3. Ensayos histológicos e inmunohistoquímicos (IHQ) (Objetivo 1) Para el análisis de los cambios histológicos de ratones BalB/c infectados con Zika, los encéfalos de los embriones fijados en paraformaldehído 4% -DEPC (diethilpirocarbonato), se incluyeron en parafina y se realizaron cortes de 4 micras en sentido sagital. Estos cortes fueron recogidos sobre láminas cargadas y se llevaron a cabo tinciones H&E así como ensayos inmunohistoquímicos para detectar antígeno viral de Zika mediante el kit MACH4 AP polymer marca Biocare Medical y un anticuerpo policlonal contra Zika donado por el CDC. El protocolo de inmunohistoquímica en lámina se realizó de acuerdo con ensayos previamente estandarizados en el grupo de Morfología Celular del INS (152-154) o por el protocolo del kit MACH4 (Rochem Biocare). 5.4.4. Ensayos de hibridación in situ (ISH) (Objetivo 1) Las muestras fueron fijadas en paraformaldehído (PFA) 4% -DEPC para evitar la presencia de RNasas que pueden alterar la integridad de las sondas, por esta razón, todos los procesos de deshidratación se realizaron con etanol grado molecular y diluidos con H2O-DEPC. Cada ensayo contó con tejidos control tanto positivos como negativos. Para los ensayos de ISH se utilizaron sondas previamente diseñadas por nuestro equipo de trabajo (155) y sintetizadas con los primers forward y reverse respectivamente; las sondas fueron detectadas con el conjugado de digoxigenina (DIG). Los tejidos pasaron por un proceso de desparafinación y rehidratación usando un coplin de vidrio de 60ml estéril. Los cortes de los tejidos se ubicaron sobre láminas cargadas de manera electrostática, se incubaron con aproximadamente 400 µl de H20-DEPC y se procedió a realizar la digestión enzimática con 1µL de proteinasa K por 15 minutos a 37°C en cámara húmeda. Los tejidos pasaron por una post-fijación con PFA 4%-DEPC por 20 minutos a temperatura ambiente en cámara húmeda. Después de unos lavados con PBS 1X-DEPC se realizó la prehibridación en la cual los tejidos se incubaron a 70°C por 5 minutos en la solución de hibridación compuesta de (10ml total): Formamida 100% (5ml), SSC 20X (2.5 ml), Tween 100% (0.01ml), Heparina 100mg/ml (0.01ml), SDS 100% (1ml), Denhart´s solution 50X (0.2ml), tRNA 10mg/ml (2.5ml) y H2O-DEPC (1.03ml). Las muestras y las sondas pasaron por un proceso de desnaturalización con la solución de hibridación a 70°C por 5 minutos y se incubaron con 400 µL de sonda a 65°C por toda la noche en cámara húmeda. Se utilizaron sondas conjugadas con digoxigenina (DIG). Las sondas sintetizadas con el primer forward acoplado al promotor SP6 para hibridación con el ARN de replicación del ZIKV (hebra antisentido) y las sondas sintetizadas con el primer reverse acoplado con el promotor T7 para hibridación con el ARN genómico del virus Zika (hebra sentido). Pasado el tiempo de incubación, se procedió a realizar lavados con la solución de hibridación sin sondas a 75, 50 y 25 %, a una temperatura de 65°C por 10 minutos cada una. El revelado se llevó a cabo con NBT/BCIP (SIGMA) en cámara húmeda cubierta de la luz; el tiempo de exposición fue definido dependiendo de la coloración deseada con revisiones periódicas cada 30 minutos. Evaluación de la expresión diferencial de marcadores de neurodesarrollo (Objetivo 2) 5.5.1.1 Extracción de ARN viral total a partir de lisados de tejidos animales Para la cuantificación de la expresión de los marcadores en tejidos se realizó la extracción del ARN total mediante la utilización del estuche comercial RNeasy mini kit® (Qiagen Inc, USA), siguiendo las recomendaciones del fabricante. Se adicionaron 600 uL de buffer RLT y se realizó la homogenización del tejido mediante la utilización de una jeringa estéril. Posteriormente se centrifugó el lisado a 13.000 rpm y el sobrenadante fue transferido a un nuevo vial, al cual se le adicionó un volumen de etanol al 70%. La mezcla fue transferida a una columna RNeasy spin y se centrifugó a 13.000 rpm durante 15 segundos. A continuación, se realizó un lavado con 700 uL de buffer RW1 y dos lavados con buffer RPE. Finalmente, para la elusión, la columna se ubicó en un nuevo vial de 1.5 mL y sobre la membrana se adicionaron 50 uL de agua libre de Rnasas; luego se procedió a centrifugar a 13.000 rpm. Los extractos de ARN fueron almacenados a -80°C hasta su posterior manejo. 5.5.1.2 Diseño de primers para la evaluación de la expresión diferencial de marcadores Los primers utilizados en este estudio fueron previamente diseñados con el grupo de trabajo (Anexo 1B). El diseño de los primers se llevó a cabo utilizando los parámetros descritos en el anexo 1, a través del módulo PrimerSelect de la suite LaserGene® versión 8.1 (DNASTAR Inc., Madison, WI, EE. UU.) y el software de bioinformática Unipro UGENE v. 34. Se seleccionaron los primers de tal manera que el producto amplificado fuera entre 80 a 150pb. Las secuencias de referencia utilizadas para el diseño de los primers se obtuvieron de la base de datos de NCBI. A continuación, se realizó un alineamiento entre las secuencias de los marcadores de neurodesarrollo a evaluar expresados en ratón y los primers seleccionados, con el fin de identificar si estos primers reconocían los genes a evaluar mencionados en la tabla1. Una vez diseñados los primers se analizaron con el software Beacon Designer de PREMIER Biosoft para seleccionar aquellos que presentaron mejor estabilidad energética y menor probabilidad de generar “harpings” y regiones homólogas, es decir que se seleccionaron los primers que tuvieron energías de estabilidad bajas con el fin de minimizar efectos secundarios sobre la eficiencia de la PCR (anexo 2). 5.5.1.3 RT-qPCR en tiempo real para la cuantificación de marcadores de neurodesarrollo A partir de las extracciones de ARN en fase prenatal se evaluaron los siguientes genes DCX, MCPH1, CEP152, Reelin, TBR2, GFAP y NES, estos genes fueron seleccionados por su importancia en el neurodesarrollo y posibles implicaciones en la patogénesis de la microcefalia y porque además se encuentran presentes en humano y ratón. Como gen de referencia para la cuantificación relativa de la expresión de los transcriptos antes mencionados se utilizó GAPDH. Los datos se recolectaron del análisis de 7 embriones de madres control o Mock y 6 embriones de madres infectadas con tres réplicas técnicas para cada grupo, todos los embriones seleccionados como infectados presentaron prueba de RTPCR positiva para ZIKV. 5.6 Estudio de interacción proteína – proteína (Acoplamiento molecular). (Objetivo 3) 1. 5.6.1.1 Preparación de moléculas para el estudio de interacción proteína-proteína Las estructuras en 3D de los marcadores de neurodesarrollo se obtuvieron principalmente de la base de datos Protein Data Banck (PDB) (156) y aquellas que no se encontraron en la base de datos se procedió a realizar la estructura en 3D a partir del software Swiss-moled (https://swissmodel.expasy.org/interactive). Todas las estructuras se visualizaron en PyMOL stereo 3D Zalman. Se realizó una limpieza de moléculas de agua y de estructuras no deseadas como ligandos u otros componentes. Una vez realizada la limpieza se procedió a guardar la estructura en formato PDB. La interacción proteína-proteína se realizó con el software Haddock 2.2 en el cual se indicaron los sitios activos y pasivos de cada molécula obtenidos a partir del programa de predicción de estructura de proteína CPORT (tabla 2). Con todos los genes evaluados para expresión diferencial se llevaron a cabo estudios de interacción in silico con las proteínas no estructurales NS4A y NS5 del ZIKV. Estas proteínas son cruciales para la replicación viral y consideradas como fichas clave para la inhibición de la respuesta del interferón contra el flavivirus. 5.6.1.2 Análisis con el servidor Protein Interaction Calculator (PIC) El análisis con el servidor PIC (http://pic.mbu.iisc.ernet.in/job.html) se realizó únicamente con las proteínas que presentaron interacción favorable proteína-proteína con el ZIKV. Por medio de este servidor, fue posible observar en detalle los sitios de interacción y tipos de enlaces que pueden existir entre nuestros marcadores moleculares y las proteínas de replicación del ZIKV NS4A y NS5. 5.6.1.3 Relación entre acoplamiento molecular y grado de expresión de marcadores de neurodesarrollo (objetivo 3) A partir de los estudios de acoplamiento molecular y expresión diferencial se realizaron análisis de asociación entre aquellos marcadores del neurodesarrollo que presentaron energías de interacción más altas con las proteínas virales y que además hayan presentado cambios significativos en el nivel de expresión evaluados por qRT-PCR hacia la alta o hacia la baja. A continuación, se llevó a cabo un análisis de correlación de Kendall con las proteínas que presentaron interacción molecular con las proteínas NS4A y NS5 del ZIKV para determinar si existía algún tipo de asociación entre la interacción molecular de las proteínas evaluadas y la tendencia en la expresión de los marcadores analizados. El análisis de interacción se llevó a cabo con el software estadístico Statgraphics.
dc.identifier.instnameUniversidad Nacional de Colombia
dc.identifier.reponameRepositorio Institucional Universidad Nacional de Colombia
dc.identifier.repourlhttps://repositorio.unal.edu.co/
dc.publisher.facultyFacultad de Medicina
dc.publisher.placeBogotá, Colombia
dc.publisher.branchUniversidad Nacional de Colombia - Sede Bogotá
dc.relation.indexedBireme
dc.relation.referencesLudlow M, Kortekaas J, Herden C, Hoffmann B, Tappe D, Trebst C, et al. Neurotropic virus infections as the cause of immediate and delayed neuropathology. Acta Neuropathol. 2016;131:159-84.
dc.relation.referencesLewis MH. Environmental complexity and central nervous system development and function. Ment Retard Dev Disabil Res Rev. 2004;10(2):91-5.
dc.relation.referencesKoch C, Laurent G. Complexity and the Nervous System. 1999.
dc.relation.referencesvan den Pol AN, Mao G, Yang Y, Ornaghi S, Davis JN. Zika Virus Targeting in the Developing Brain. J Neurosci. 2017;37(8):2161-75.
dc.relation.referencesSzaba FM, Tighe M, Kummer LW, Lanzer KG, Ward JM, Lanthier P, et al. Zika virus infection in immunocompetent pregnant mice causes fetal damage and placental pathology in the absence of fetal infection. PLoS Pathog. 2018;14(4).
dc.relation.referencesHeymann DL, Hodgson A, Sall AA, Freedman DO, Staples JE, Althabe F, et al. Zika virus and microcephaly: why is this situation a PHEIC? Lancet. 2016;387(10020):719-21.
dc.relation.referencesMusso D, Gubler DJ. Zika Virus. Clin Microbiol Rev. 292016. p. 487-524.
dc.relation.referencesMartines RB, Bhatnagar J, Keating MK, Silva-Flannery L, Muehlenbachs A, Gary J, et al. Notes from the Field: Evidence of Zika Virus Infection in Brain and Placental Tissues from Two Congenitally Infected Newborns and Two Fetal Losses--Brazil, 2015. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2016;65(6):159-60.
dc.relation.referencesCalvet G, Aguiar RS, Melo AS, Sampaio SA, de Filippis I, Fabri A, et al. Detection and sequencing of Zika virus from amniotic fluid of fetuses with microcephaly in Brazil: a case study. Lancet Infect Dis. 2016.
dc.relation.referencesRubin EJ, Greene MF, Baden LR. Zika Virus and Microcephaly. N Engl J Med. 2016;374(10):984-5.
dc.relation.referencesTang H, Hammack C, Ogden SC, Wen Z, Qian X, Li Y, et al. Zika Virus Infects Human Cortical Neural Precursors and Attenuates Their Growth. Cell Stem Cell. 2016;18(5):587-90.
dc.relation.referencesOliveira Melo AS, Malinger G, Ximenes R, Szejnfeld PO, Alves Sampaio S, Bispo de Filippis AM. Zika virus intrauterine infection causes fetal brain abnormality and microcephaly: tip of the iceberg? Ultrasound Obstet Gynecol. 2016;47(1):6-7.
dc.relation.referencesMlakar J, Korva M, Tul N, Popovic M, Poljsak-Prijatelj M, Mraz J, et al. Zika Virus Associated with Microcephaly. N Engl J Med. 2016;374(10):951-8.
dc.relation.referencesCao B, Parnell LA, Diamond MS, Mysorekar IU. Inhibition of autophagy limits vertical transmission of Zika virus in pregnant mice. J Exp Med. 2017;214(8):2303-13.
dc.relation.referencesCugola FR, Fernandes IR, Russo FB, Freitas BC, Dias JLM, Guimarães KP, et al. The Brazilian Zika virus strain causes birth defects in experimental models. Nature. 2016;534(7606):267.
dc.relation.referencesChavali PL, Stojic L, Meredith LW, Joseph N, Nahorski MS, Sanford TJ, et al. Neurodevelopmental protein Musashi-1 interacts with the Zika genome and promotes viral replication. Science. 2017;357(6346):83-8.
dc.relation.referencesHou S, Kumar A, Xu Z, Airo AM, Stryapunina I, Wong CP, et al. Zika Virus Hijacks Stress Granule Proteins and Modulates the Host Stress Response. J Virol. 2017;91(16).
dc.relation.referencesGrant A, Ponia SS, Tripathi S, Balasubramaniam V, Miorin L, Sourisseau M, et al. Zika Virus Targets Human STAT2 to Inhibit Type I Interferon Signaling. Cell Host Microbe. 2016;19(6):882-90.
dc.relation.referencesJiang X, Dong X, Li SH, Zhou YP, Rayner S, Xia HM, et al. Proteomic Analysis of Zika Virus Infected Primary Human Fetal Neural Progenitors Suggests a Role for Doublecortin in the Pathological Consequences of Infection in the Cortex. Front Microbiol. 2018;9.
dc.relation.referencesCarletti B, Rossi F. Neurogenesis in the cerebellum. Neuroscientist. 2008;14(1):91-100.
dc.relation.referencesMarín Padilla M. Desarrollo de la corteza cerebral humana. Teoría citoarquitectónica1999. 208 p.
dc.relation.referencesLorente De No R. Cerebral cortex : architecture, intracortical connections, motor projections. Physiology of the Nervous System. 1938:288-313.
dc.relation.referencesMartynoga B, Drechsel D, Guillemot F. Molecular Control of Neurogenesis: A View from the Mammalian Cerebral Cortex. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2012;4(10).
dc.relation.referencesSilbereis J, Heintz T, Taylor MM, Ganat Y, Ment LR, Bordey A, et al. Astroglial cells in the external granular layer are precursors of cerebellar granule neurons in neonates. Molecular and cellular neurosciences. 2010;44(4):362-73.
dc.relation.referencesYamano T, Shimada M, Abe Y, Ohta S, Ohno M. Destruction of external granular layer and subsequent cerebellar abnormalities. Acta Neuropathologica. 1983;59(1):41-7.
dc.relation.referencesDelgado-Esteban M, García-Higuera I, Maestre C, Moreno S, Almeida A. APC/C-Cdh1 coordinates neurogenesis and cortical size during development. Nature Communications. 2013;4(1):2879.
dc.relation.referencesJaeger AS, Murrieta RA, Goren LR, Crooks CM, Moriarty RV, Weiler AM, et al. Zika viruses of African and Asian lineages cause fetal harm in a mouse model of vertical transmission. PLoS Negl Trop Dis. 2019;13(4).
dc.relation.referencesWinkler CW, Peterson KE. Using immunocompromised mice to identify mechanisms of Zika virus transmission and pathogenesis. Immunology. 2018;153(4):443-54.
dc.relation.referencesShan C, Xie X, Luo H, Muruato AE, Liu Y, Wakamiya M, et al. Maternal vaccination and protective immunity against Zika virus vertical transmission. Nature Communications. 2019;10(1):5677.
dc.relation.referencesJaeger AS, Murrieta RA, Goren LR, Crooks CM, Moriarty RV, Weiler AM, et al. Zika viruses of African and Asian lineages cause fetal harm in a mouse model of vertical transmission. PLoS neglected tropical diseases [Internet]. 2019 2019/04//; 13(4):[e0007343 p.]. Available from: http://europepmc.org/abstract/MED/30995223Available.
dc.relation.referencesYun SI, Lee YM. Japanese encephalitis: The virus and vaccines. Hum Vaccin Immunother. 2014;10(2):263-79.
dc.relation.referencesLuo MH, Hannemann H, Kulkarni AS, Schwartz PH, O'Dowd JM, Fortunato EA. Human Cytomegalovirus Infection Causes Premature and Abnormal Differentiation of Human Neural Progenitor Cells. J Virol. 2010;84(7):3528-41.
dc.relation.referencesWeaver SC, Costa F, Garcia-Blanco MA, Ko AI, Ribeiro GS, Saade G, et al. Zika Virus: History, Emergence, Biology, and Prospects for Control. Antiviral Res. 2016;130:69-80.
dc.relation.referencesGrard G CM, Mombo IM, Nkoghe D, Mboui Ondo S, Jiolle D. Zika Virus in Gabon (Central Africa) – 2007: A New Threat from Aedes albopictus? PLoS Negledted Tropical Diseases. 2014;8(2).
dc.relation.referencesDuffy MR, Chen T-H, Hancock WT, Powers AM, Kool JL, Lanciotti RS, et al. Zika Virus Outbreak on Yap Island, Federated States of Micronesia. http://dxdoiorg/101056/NEJMoa0805715. 2009.
dc.relation.referencesCao-Lormeau VM, Blake A, Mons S, Lastere S, Roche C, Vanhomwegen J, et al. Guillain-Barre Syndrome outbreak associated with Zika virus infection in French Polynesia: a case-control study. Lancet. 2016;387(10027):1531-9.
dc.relation.referencesHennessey M, Fischer M, Staples JE. Zika Virus Spreads to New Areas - Region of the Americas, May 2015-January 2016. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2016;65(3):55-8.
dc.relation.referencesAlvis-Guzmán N, Zakzuk-Sierra J, Vargas-Moranth R, Alcocer-Olaciregui A, Parra-Padilla D. Dengue, Chikunguña and Zika in Colombia 2015-2016. 22. 2017.
dc.relation.referencesSiddique R, Liu Y, Nabi G, Sajjad W, Xue M, Khan S. Zika Virus Potentiates the Development of Neurological Defects and Microcephaly: Challenges and Control Strategies. Front Neurol. 2019;10.
dc.relation.referencesNeufeldt CJ, Cortese M, Acosta EG, Bartenschlager R. Rewiring cellular networks by members of the. Nature Reviews Microbiology. 2018;16(3):125.
dc.relation.referencesScaturro P, Stukalov A, Haas DA, Cortese M, Draganova K, Płaszczyca A, et al. An orthogonal proteomic survey uncovers novel Zika virus host factors. Nature. 2018;561(7722):253.
dc.relation.referencesLedermann JP, Guillaumot L, Yug L, Saweyog SC, Tided M, Machieng P, et al. Aedes hensilli as a potential vector of Chikungunya and Zika viruses. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8(10):e3188.
dc.relation.referencesS. Ioos H-PM, I. Leparc Goffart, V. Gauthier, T. Cardoso, M. Herida. Current Zika virus epidemiology and recent epidemicsInfections par le virus Zika et épidémies récentes. Médecine et Maladies Infectieuses. 2014;44(7):302-7.
dc.relation.referencesBesnard M, Lastere S, Teissier A, Cao-Lormeau V, Musso D. Evidence of perinatal transmission of Zika virus, French Polynesia, December 2013 and February 2014. Euro Surveill. 2014;19(13).
dc.relation.referencesHills SL, Russell K, Hennessey M, Williams C, Oster AM, Fischer M, et al. Transmission of Zika Virus Through Sexual Contact with Travelers to Areas of Ongoing Transmission - Continental United States, 2016. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2016;65(8):215-6.
dc.relation.referencesBarjas-Castro ML, Angerami RN, Cunha MS, Suzuki A, Nogueira JS, Rocco IM, et al. Probable transfusion-transmitted Zika virus in Brazil. Transfusion. 2016;56(7):1684-8.
dc.relation.referencesMusso D, Roche C, Robin E, Nhan T, Teissier A, Cao-Lormeau VM. Potential sexual transmission of Zika virus. Emerg Infect Dis. 2015;21(2):359-61.
dc.relation.referencesBarzon L, Pacenti M, Berto A, Sinigaglia A, Franchin E, Lavezzo E, et al. Isolation of infectious Zika virus from saliva and prolonged viral RNA shedding in a traveller returning from the Dominican Republic to Italy, January 2016. Euro Surveill. 2016;21(10):30159.
dc.relation.referencesDupont-Rouzeyrol M, mdupont@pasteur.nc, Institut Pasteur de Nouvelle-Calédonie RIdIP, Noumea Cedex, New Caledonia, Biron A, Institut Pasteur de Nouvelle-Calédonie RIdIP, Noumea Cedex, New Caledonia, O'Connor O, et al. Infectious Zika viral particles in breastmilk. The Lancet. 2016;387(10023):1051.
dc.relation.referencesBayer A, Lennemann NJ, Ouyang Y, Bramley JC, Morosky S, De Azeved Marques ET, et al. Type III Interferons Produced by Human Placental Trophoblasts Confer Protection Against Zika Virus Infection. Cell Host Microbe. 2016;19(5):705-12.
dc.relation.referencesZammarchi L, Spinicci M, Bartoloni A. Zika Virus: a Review from the Virus Basics to Proposed Management Strategies. Mediterranean journal of hematology and infectious diseases. 2016;8(1):e2016056-e.
dc.relation.referencesNicastri E, Castilletti C, Liuzzi G, Iannetta M, Capobianchi MR, Ippolito G. Persistent detection of Zika virus RNA in semen for six months after symptom onset in a traveller returning from Haiti to Italy, February 2016. Euro surveillance : bulletin Europeen sur les maladies transmissibles = European communicable disease bulletin. 2016;21(32):30314.
dc.relation.referencesPaniz-Mondolfi AE, Rodriguez-Morales AJ, Blohm G, Marquez M, Villamil-Gomez WE. ChikDenMaZika Syndrome: the challenge of diagnosing arboviral infections in the midst of concurrent epidemics. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 2016;15.
dc.relation.referencesGilmore EC, Walsh CA. Genetic Causes of Microcephaly and Lessons for Neuronal Development. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2013;2(4):461-78.
dc.relation.referencesJackson AP, Eastwood H, Bell SM, Adu J, Toomes C, Carr IM, et al. Identification of microcephalin, a protein implicated in determining the size of the human brain. Am J Hum Genet. 2002;71(1):136-42.
dc.relation.referencesBond J, Roberts E, Mochida GH, Hampshire DJ, Scott S, Askham JM, et al. ASPM is a major determinant of cerebral cortical size. Nat Genet. 2002;32(2):316-20
dc.relation.referencesBond J, Roberts E, Springell K, Lizarraga SB, Scott S, Higgins J, et al. A centrosomal mechanism involving CDK5RAP2 and CENPJ controls brain size. Nat Genet. 2005;37(4):353- 5.
dc.relation.referencesKumar A, Girimaji SC, Duvvari MR, Blanton SH. Mutations in STIL, encoding a pericentriolar and centrosomal protein, cause primary microcephaly. Am J Hum Genet. 2009;84(2):286-90.
dc.relation.referencesBilguvar K, Ozturk AK, Louvi A, Kwan KY, Choi M, Tatli B, et al. Whole-exome sequencing identifies recessive WDR62 mutations in severe brain malformations. Nature. 2010;467(7312):207-10.
dc.relation.referencesSir JH, Barr AR, Nicholas AK, Carvalho OP, Khurshid M, Sossick A, et al. A primary microcephaly protein complex forms a ring around parental centrioles. Nat Genet. 2011;43(11):1147-53.
dc.relation.referencesCoronell-Rodríguez W, Arteta-Acosta C, Suárez-Fuentes MA, Burgos-Rolon MC, RubioSotomayor MT, Sarmiento-Gutiérrez M, et al. Infección por virus del Zika en el embarazo, impacto fetal y neonatal. Rev chil infectol. 2016;33(6):665-73.
dc.relation.referencesMiner JJ, Cao B, Govero J, Smith AM, Fernandez E, Cabrera OH, et al. Zika virus infection during pregnancy in mice causes placental damage and fetal demise. Cell. 2016;165(5):1081-91.
dc.relation.referencesSilasi M, Cardenas I, Racicot K, Kwon JY, Aldo P, Mor G. VIRAL INFECTIONS DURING PREGNANCY. Am J Reprod Immunol. 2015;73(3):199-213.
dc.relation.referencesKwon JY, Romero R, Mor G. New insights into the relationship between viral infection and pregnancy complications. Am J Reprod Immunol. 2014;71(5):387-90.
dc.relation.referencesSarno M, Sacramento GA, Khouri R, do Rosario MS, Costa F, Archanjo G, et al. Zika Virus Infection and Stillbirths: A Case of Hydrops Fetalis, Hydranencephaly and Fetal Demise. PLoS Negl Trop Dis. 2016;10(2):e0004517.
dc.relation.referencesSchuler-Faccini L, Ribeiro EM, Feitosa IM, Horovitz DD, Cavalcanti DP, Pessoa A, et al. Possible Association Between Zika Virus Infection and Microcephaly - Brazil, 2015. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2016;65(3):59-62.
dc.relation.referencesJohansson MA, Mier-y-Teran-Romero L, Reefhuis J, Gilboa SM, Hills SL. Zika and the Risk of Microcephaly. N Engl J Med. 2016;375(1):1-4.
dc.relation.referencesOliveira WKd, Cortez-Escalante J, Oliveira WTGHD, Carmo GMId, Henriques CMP, Coelho GE, et al. Increase in Reported Prevalence of Microcephaly in Infants Born to Women Living in Areas with Confirmed Zika Virus Transmission During the First Trimester of Pregnancy — Brazil, 2015 | MMWR. MMWR Morb Mortal WKly Rep; 2016 2019-04-08T03:25:01Z/.
dc.relation.referencesBierne H, Travier L, Mahlakõiv T, Tailleux L, Subtil A, Lebreton A, et al. Activation of Type III Interferon Genes by Pathogenic Bacteria in Infected Epithelial Cells and Mouse Placenta. PLoS One. 2012;7(6).
dc.relation.referencesGötz M, Huttner WB. The cell biology of neurogenesis. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2005;6(10):777-88.
dc.relation.referencesAgirman G, Broix L, Nguyen L. Cerebral cortex development: an outside-in perspective. FEBS Letters. 2017;591(24):3978-92.
dc.relation.referencesMing G, Song H. Adult Neurogenesis in the Mammalian Brain: Significant Answers and Significant Questions. Neuron. 2011;70(4):687-702.
dc.relation.referencesMirzaa GM, RiviÈRe J-B, Dobyns WB. Megalencephaly Syndromes and Activating Mutations in the PI3K-AKT Pathway: MPPH and MCAP. American Journal of Medical Genetics Part C: Seminars in Medical Genetics. 2013;163(2):122-30.
dc.relation.referencesCloëtta D, Thomanetz V, Baranek C, Lustenberger RM, Lin S, Oliveri F, et al. Inactivation of mTORC1 in the Developing Brain Causes Microcephaly and Affects Gliogenesis. J Neurosci. 2013;33(18):7799-810.
dc.relation.referencesFranke TF. PI3K/Akt: getting it right matters. Oncogene. 2008;27(50):6473-88.
dc.relation.referencesHamel R, Dejarnac O, Wichit S, Ekchariyawat P, Neyret A, Luplertlop N, et al. Biology of Zika Virus Infection in Human Skin Cells. J Virol. 2015;89(17):8880-96.
dc.relation.referencesHeaton NS, Randall G. Dengue virus induced autophagy regulates lipid metabolism. Cell Host Microbe. 2010;8(5):422-32.
dc.relation.referencesSir D, Kuo C, Tian Y, Liu HM, Huang EJ, Jung JU, et al. Replication of Hepatitis C Virus RNA on Autophagosomal Membranes*. J Biol Chem. 2012;287(22):18036-43.
dc.relation.referencesLevine B, Mizushima N, Virgin HW. Autophagy in immunity and inflammation. Nature. 2011;469(7330):323-35.
dc.relation.referencesLiang Q, Luo Z, Zeng J, Chen W, Foo SS, Lee SA, et al. Zika Virus NS4A and NS4B Proteins Deregulate Akt-mTOR Signaling in Human Fetal Neural Stem Cells to Inhibit Neurogenesis and Induce Autophagy. Cell Stem Cell. 2016;19(5):663-71.
dc.relation.referencesBaldock R, Bard J, Davidson D, Morriss-Kay G. Kaufman’s Atlas of Mouse Development Supplement: With Coronal Sections: Elsevier Science; 2015.
dc.relation.referencesMolnár Z, Métin C, Stoykova A, Tarabykin V, Price DJ, Francis F, et al. Comparative aspects of cerebral cortical development. European Journal of Neuroscience. 2006;23(4):921-34.
dc.relation.referencesTata M, Wall I, Joyce A, Vieira JM, Kessaris N, Ruhrberg C. Regulation of embryonic neurogenesis by germinal zone vasculature. Proc Natl Acad Sci U S A. 1132016. p. 13414-9.
dc.relation.referencesRubenstein JL. Development of the Cerebral Cortex: Implications for Neurodevelopmental Disorders. J Child Psychol Psychiatry. 2011;52(4):339-55.
dc.relation.referencesChen JG, Rasin MR, Kwan KY, Sestan N. Zfp312 is required for subcortical axonal projections and dendritic morphology of deep-layer pyramidal neurons of the cerebral cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005;102(49):17792-7.
dc.relation.referencesKomiyama T, Luo L. Intrinsic control of precise dendritic targeting by an ensemble of transcription factors. Curr Biol. 2007;17(3):278-85.
dc.relation.referencesCubelos B, Sebastian-Serrano A, Kim S, Moreno-Ortiz C, Redondo JM, Walsh CA, et al. Cux- 2 controls the proliferation of neuronal intermediate precursors of the cortical subventricular zone. Cereb Cortex. 2008;18(8):1758-70.
dc.relation.referencesCubelos B, Sebastián-Serrano A, Beccari L, Calcagnotto ME, Cisneros E, Kim S, et al. Cux1 and Cux2 Regulate Dendritic Branching, Spine Morphology, and Synapses of the Upper Layer Neurons of the Cortex. Neuron. 2010;66(4):523-35.
dc.relation.referencesCurran T, D'Arcangelo G. Role of reelin in the control of brain development. Brain research Brain research reviews. 1998;26(2-3):285-94.
dc.relation.referencesLiu Q, Xie, F., Siedlak, S.L. et al. CMLS, Cell. Mol. Life Sci. Neurofilament proteins in neurodegenerative diseases | SpringerLink. Cellular and Molecular Life Sciences CMLS. 2004;61(24):3057-75.
dc.relation.referencesPoulain FE, Sobel A. The microtubule network and neuronal morphogenesis: Dynamic and coordinated orchestration through multiple players. Mol Cell Neurosci. 2010;43(1):15-32.
dc.relation.referencesMonteiro MR, Kandratavicius L, Leite JP. O papel das proteínas do citoesqueleto na fisiologia celular normal e em condições patológicas. J epilepsy clin neurophysiol. 2011;17(1):17-23.
dc.relation.referencesvan Binsbergen E, Ellis RJ, Abdelmalik N, Jarvis J, Randhawa K, Wyatt-Ashmead J, et al. A fetus with de novo 2q33.2q35 deletion including MAP2 with brain anomalies, esophageal atresia, and laryngeal stenosis. Am J Med Genet A. 2014;164a(1):194-8.
dc.relation.referencesAlcántara S, Ruiz M, D’Arcangelo G, Ezan F, de Lecea L, Curran T, et al. Regional and Cellular Patterns of reelin mRNA Expression in the Forebrain of the Developing and Adult Mouse. J Neurosci. 1998;18(19):7779-99.
dc.relation.referencesAyala R, Shu T, Tsai L-H. Trekking across the Brain: The Journey of Neuronal Migration. Cell. 2007;128(1):29-43.
dc.relation.referencesRohlfs Domínguez P. Development of the nervous system in humans. Overview of the prenatal stage until 2013. Revista Internacional de Psicología. 2016;15(1).
dc.relation.referencesChoi BH, Lapham LW. Radial glia in the human fetal cerebrum: a combined Golgi, immunofluorescent and electron microscopic study. Brain Res. 1978;148(2):295-311.
dc.relation.referencesRakic P. Evolution of the neocortex: a perspective from developmental biology. Nature Reviews Neuroscience. 2009;10(10):724-35.
dc.relation.referencesElkin Navarro Quiroz MA, Roberto Navarro-Quiroz, Pierine España-Puccini, Anderson DíazPerez, Jose Luis Villarreal, Lucy Vasquez, Augusto Torres. Neurogénesis en Cerebro Adulto. Salud Uninorte. 2018;34(1):144-59.
dc.relation.referencesDusart P, Fagerberg L, Perisic L, Civelek M, Struck E, Hedin U, et al. A systems-approach reveals human nestin is an endothelial-enriched, angiogenesis-independent intermediate filament protein. Scientific Reports. 2018;8(1):1-15.
dc.relation.referencesLendahl U, Zimmerman LB, McKay RD. CNS stem cells express a new class of intermediate filament protein. Cell. 1990;60(4):585-95.
dc.relation.referencesLindqvist J, Wistbacka N, Eriksson JE. Studying Nestin and its Interrelationship with Cdk5. Methods Enzymol. 2016;568:509-35.
dc.relation.referencesD´Arcagelo G. Reelin in the Years: Controlling Neuronal Migration and Maturation in the Mammalian Brain. Advances in neuroscience. 2014;2014:19.
dc.relation.referencesRaaf J, Kernohan JW. A study of the external granular layer in the cerebellum. The disappearance of the external granular layer and the growth of the molecular and internal granular layers in the cerebellum. American Journal of Anatomy. 1944;75(2):151-72.
dc.relation.referencesYamano T, Shimada M, Abe Y, Ohta S, Ohno M. Destruction of external granular layer and subsequent cerebellar abnormalities. Acta neuropathologica. 1983;59(1):41-7.
dc.relation.referencesLakatosova S, Ostatnikova D. Reelin and its complex involvement in brain development and function. The international journal of biochemistry & cell biology. 2012;44(9):1501-4.
dc.relation.referencesde Oliveira WK, de Franca GVA, Carmo EH, Duncan BB, de Souza Kuchenbecker R, Schmidt MI. Infection-related microcephaly after the 2015 and 2016 Zika virus outbreaks in Brazil: a surveillance-based analysis. Lancet. 2017;390(10097):861-70.
dc.relation.referencesYuan L, Huang XY, Liu ZY, Zhang F, Zhu XL, Yu JY, et al. A single mutation in the prM protein of Zika virus contributes to fetal microcephaly. Science. 2017;358(6365):933-6.
dc.relation.referencesPettersson JH, Eldholm V, Seligman SJ, Lundkvist A, Falconar AK, Gaunt MW, et al. How Did Zika Virus Emerge in the Pacific Islands and Latin America? MBio. 2016;7(5).
dc.relation.referencesHertzog J, Dias Junior AG, Rigby RE, Donald CL, Mayer A, Sezgin E, et al. Infection with a Brazilian isolate of Zika virus generates RIG-I stimulatory RNA and the viral NS5 protein blocks type I IFN induction and signaling. Eur J Immunol. 2018;48(7):1120-36.
dc.relation.referencesAdibi JJ, Marques ET, Jr., Cartus A, Beigi RH. Teratogenic effects of the Zika virus and the role of the placenta. Lancet. 2016;387(10027):1587-90.
dc.relation.referencesKennedy LA. The pathogenesis of brain abnormalities in the fetal alcohol syndrome: an integrating hypothesis. Teratology. 1984;29(3):363-8.
dc.relation.referencesDekaban AS. Abnormalities in children exposed to x-radiation during various stages of gestation: tentative timetable of radiation injury to the human fetus. I. J Nucl Med. 1968;9(9):471-7.
dc.relation.referencesMostoufi-zadeh M, Driscoll SG, Biano SA, Kundsin RB. Placental evidence of cytomegalovirus infection of the fetus and neonate. Arch Pathol Lab Med. 1984;108(5):403-6.
dc.relation.referencesHadeed AJ, Siegel SR. Maternal cocaine use during pregnancy: effect on the newborn infant. Pediatrics. 1989;84(2):205-10.
dc.relation.referencesAttardo A, Fabel K, Krebs J, Haubensak W, Huttner WB, Kempermann G. Tis21 Expression Marks Not Only Populations of Neurogenic Precursor Cells but Also New Postmitotic Neurons in Adult Hippocampal Neurogenesis. Cereb Cortex. 2010;20(2):304-14.
dc.relation.referencesArnold SJ, Huang GJ, Cheung AF, Era T, Nishikawa SI, Bikoff EK, et al. The T-box transcription factor Eomes/Tbr2 regulates neurogenesis in the cortical subventricular zone. Genes Dev. 2008;22(18):2479-84.
dc.relation.referencesHuang Y, Li Y, Zhang H, Zhao R, Jing R, Xu Y, et al. Zika virus propagation and release in human fetal astrocytes can be suppressed by neutral sphingomyelinase-2 inhibitor GW4869. Cell Discovery. 2018;4(1):19.
dc.relation.referencesGoodfellow FT, Willard KA, Wu X, Scoville S, Stice SL, Brindley MA. Strain-Dependent Consequences of Zika Virus Infection and Differential Impact on Neural Development. Viruses. 2018;10(10):550.
dc.relation.referencesMorrison TE, Diamond MS, Pierson TC. Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity. 2017.
dc.relation.referencesLaiton-Donato K, Alvarez-Diaz DA, Rengifo AC, Torres-Fernandez O, Usme-Ciro JA, Rivera JA, et al. Complete Genome Sequence of a Colombian Zika Virus Strain Obtained from BALB/c64 Mouse Brain after Intraperitoneal Inoculation. Microbiology resource announcements. 2019;8(46).
dc.relation.referencesAu - Herrlinger SA, Au - Shao Q, Au - Ma L, Au - Brindley M, Au - Chen J-F. Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult. JoVE. 2018(134):e56486.
dc.relation.referencesMarzi A, Emanuel J, Callison J, McNally KL, Arndt N, Chadinha S, et al. Lethal Zika Virus Disease Models in Young and Older Interferon α/β Receptor Knock Out Mice. Front Cell Infect Microbiol. 2018;8.
dc.relation.referencesLazear Helen M, Govero J, Smith Amber M, Platt Derek J, Fernandez E, Miner Jonathan J, et al. A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis. Cell Host & Microbe. 2016;19(5):720-30.
dc.relation.referencesLi C, Xu D, Ye Q, Hong S, Jiang Y, Liu X, et al. Zika virus disrupts neural progenitor development and leads to microcephaly in mice. Cell Stem Cell. 2016;19(1):120-6.
dc.relation.referencesYockey LJ, Varela L, Rakib T, Khoury-Hanold W, Fink SL, Stutz B, et al. Vaginal Exposure to Zika Virus during Pregnancy Leads to Fetal Brain Infection. Cell. 2016;166(5):1247-56 e4.
dc.relation.referencesSapparapu G, Fernandez E, Kose N, Cao B, Fox JM, Bombardi RG, et al. Neutralizing human antibodies prevent Zika virus replication and fetal disease in mice. Nature. 2016;540(7633):443- 7.
dc.relation.referencesGarcez PP, Nascimento JM, Vasconcelos JMd, Costa RMd, Delvecchio R, Trindade P, et al. Zika virus disrupts molecular fingerprinting of human neurospheres. Scientific Reports. 2017;7:40780.
dc.relation.referencesFerraris P, Cochet M, Hamel R, Gladwyn-Ng I, Alfano C, Diop F, et al. Zika virus differentially infects human neural progenitor cells according to their state of differentiation and dysregulates neurogenesis through the Notch pathway. Emerging Microbes & Infections. 2019;8(1):1003-16.
dc.relation.referencesGarcez PP, Loiola EC, Madeiro da Costa R, Higa LM, Trindade P, Delvecchio R, et al. Zika virus impairs growth in human neurospheres and brain organoids. Science. 2016;352(6287):816- 8.
dc.relation.referencesDang J, Tiwari SK, Lichinchi G, Qin Y, Patil VS, Eroshkin AM, et al. Zika Virus Depletes Neural Progenitors in Human Cerebral Organoids through Activation of the Innate Immune Receptor TLR3. Cell Stem Cell. 2016;19(2):258-65.
dc.relation.referencesRakhade SN, Jensen FE. Epileptogenesis in the immature brain: emerging mechanisms. Nat Rev Neurol. 2009;5(7):380.
dc.relation.referencesFang Y, Eglen R. Three-Dimensional Cell Cultures in Drug Discovery and Development. SLAS discovery. 2017:2472555217696795.
dc.relation.referencesGleeson JG, Lin PT, Flanagan LA, Walsh CA. Doublecortin is a microtubule-associated protein and is expressed widely by migrating neurons. Neuron. 1999;23(2):257-71.
dc.relation.referencesJourniac N, Gilabert-Juan J, Cipriani S, Benit P, Liu X, Jacquier S, et al. Cell Metabolic Alterations due to Mcph1 Mutation in Microcephaly. Cell Reports. 2020;31(2):107506.
dc.relation.referencesCizmecioglu O, Arnold M, Bahtz R, Settele F, Ehret L, Haselmann-Weiss U, et al. Cep152 acts as a scaffold for recruitment of Plk4 and CPAP to the centrosome. J Cell Biol. 2010;191(4):731- 9.
dc.relation.referencesNigg EA, Raff JW. Centrioles, centrosomes, and cilia in health and disease. Cell. 2009;139(4):663-78.
dc.relation.referencesBrown NJ, Marjanović M, Lüders J, Stracker TH, Costanzo V. Cep63 and Cep152 Cooperate to Ensure Centriole Duplication. PLoS One. 2013;8(7).
dc.relation.referencesSessa A, Mao CA, Hadjantonakis AK, Klein WH, Broccoli V. Tbr2 directs conversion of radial glia into basal precursors and guides neuronal amplification by indirect neurogenesis in the developing neocortex. Neuron. 2008;60(1):56-69.
dc.relation.referencesRoessmann U, Velasco ME, Sindely SD, Gambetti P. Glial fibrillary acidic protein (GFAP) in ependymal cells during development. An immunocytochemical study. Brain Research. 1980;200(1):13-21.
dc.relation.referencesHamad MIK, Jbara A, Rabaya O, Petrova P, Daoud S, Melliti N, et al. Reelin signaling modulates GABAB receptor function in the neocortex. J Neurochem. 2020.
dc.relation.referencesBernal A, Arranz L. Nestin-expressing progenitor cells: function, identity and therapeutic implications. Cell Mol Life Sci. 2018;75(12):2177-95.
dc.relation.referencesGarber JC, Barbee RW, Bielitzki JT, Clayton L, Donovan J, Hendriksen C, et al. Guide for the care and use of laboratory animals. The National Academic Press, Washington DC. 2011;8:220.
dc.relation.references2010/63/UE D. del Parlamento Europeo y del Consejo, de 22 de septiembre de 2010 , relativa a la protección de los animales utilizados para fines científicos Texto pertinente a efectos del EEE. 2010. p. 33–79.
dc.relation.referencesChosewood LC, Wilson DE. Biosafety in microbiological and biomedical laboratories: Diane Publishing; 2007.
dc.relation.referencesOrganization WH. Laboratory biosafety manual: World Health Organization; 2004.
dc.relation.referencesFuentes F, Mendoza R, Rosales A, Cisneros R, Salud INd. Guía de manejo y cuidado de animales de laboratorio: ratón. Instituto Nacional de Salud (Perú) Ministerio de Salud, Instituto Nacional de Salud Lima. 2008:52.
dc.relation.referencesBalls M, Straughan DW. The three Rs of Russell & Burch and the testing of biological products. Dev Biol Stand. 1996;86:11-8.
dc.relation.referencesScremin AM, Scremin OU, Brechner T. Survival under hypoxia. Age dependence and effect of cholinergic drugs. Stroke. 1980;11(5):548-52.
dc.relation.referencesRivera J, Neira M, Parra E, Méndez J, Sarmiento L, Caldas ML. Detección de antígenos del virus dengue en tejidos post mortem. Biomédica. 2014;34(4).
dc.relation.referencesRivera J, Neira M, Sarmiento L, Parra E, Caldas ML. Virus de la influenza. https://revistabiomedicaorg/indexphp/biomedica. 2016.
dc.relation.referencesRivera J, Rengifo A, Santamaría G, Corchuelo S, Álvarez-Díaz D, Parra E, et al. Inmunorreacción de la infección por el virus de Zika en retina de ratones. Biomédica. 2019;39(2):8-10.
dc.relation.referencesCorchuelo S, Gómez C, Rosales A, Santamaria G, Rivera JA, Saad EP, et al. CISH and IHC for the Simultaneous Detection of ZIKV RNA and Antigens in Formalin-Fixed Paraffin-Embedded Cell Blocks and Tissues. Curr Protoc. 2021;1(12):e319.
dc.relation.referencesBerman HM, Westbrook J, Feng Z, Gilliland G, Bhat TN, Weissig H, et al. The Protein Data Bank. Nucleic Acids Res. 2000;28(1):235-42.
dc.relation.referencesTobón ACJ. Infecciones por Virus Zika en Colombia-2015. Medicina. 2015;19(2):125-33.
dc.relation.referencesKhaiboullina SF, Lopes P, de Carvalho TG, Real ALCV, Souza DG, Costa VV, et al. Host Immune Response to ZIKV in an Immunocompetent Embryonic Mouse Model of Intravaginal Infection. Viruses. 2019;11(6):558.
dc.relation.referencesChen J, Liang Y, Yi P, Xu L, Hawkins HK, Rossi SL, et al. Outcomes of Congenital Zika Disease Depend on Timing of Infection and Maternal-Fetal Interferon Action. Cell Reports. 2017;21(6):1588-99.
dc.relation.referencesCui L, Zou P, Chen E, Yao H, Zheng H, Wang Q, et al. Visual and motor deficits in grown-up mice with congenital Zika virus infection. EBioMedicine. 2017;20:193-201.
dc.relation.referencesShelton SM, Soucy AR, Kurzion R, Zeldich E, Connor JH, Haydar TF. Forebrain Neural Precursor Cells Are Differentially Vulnerable to Zika Virus Infection. eNeuro. 2021;8(5).
dc.relation.referencesFauser M, Weselek G, Hauptmann C, Markert F, Gerlach M, Hermann A, et al. Catecholaminergic Innervation of Periventricular Neurogenic Regions of the Developing Mouse Brain. Frontiers in Neuroanatomy. 2020;14:64.
dc.relation.referencesThawani A, Sirohi D, Kuhn RJ, Fekete DM. Zika Virus Can Strongly Infect and Disrupt Secondary Organizers in the Ventricular Zone of the Embryonic Chicken Brain. Cell reports. 2018;23(3):692-700.
dc.relation.referencesFoo S-S, Chen W, Chan Y, Lee W-S, Lee S-A, Cheng G, et al. Biomarkers and immunoprofiles associated with fetal abnormalities of ZIKV-positive pregnancies. JCI insight. 2018;3(21):e124152.
dc.relation.referencesSathupan P, Khongphattanayothin A, Srisai J, Srikaew K, Poovorawan Y. The role of vascular endothelial growth factor leading to vascular leakage in children with dengue virus infection. Ann Trop Paediatr. 2007;27(3):179-84.
dc.relation.referencesZlotnik A, Yoshie O. The chemokine superfamily revisited. Immunity. 2012;36(5):705-16.
dc.relation.referencesCorchuelo S, Gómez CY, Rosales AA, Santamaria G, Rivera JA, Saad EP, et al. CISH and IHC for the Simultaneous Detection of ZIKV RNA and Antigens in Formalin-Fixed ParaffinEmbedded Cell Blocks and Tissues. Curr Protoc. 2021;1(12):e319.
dc.relation.referencesStrauss EG, Strauss JH. Replication strategies of the single stranded RNA viruses of eukaryotes. Curr Top Microbiol Immunol. 1983;105:1-98.
dc.relation.referencesValentine GC, Seferovic MD, Fowler SW, Major AM, Gorchakov R, Berry R, et al. Timing of gestational exposure to Zika virus is associated with postnatal growth restriction in a murine model. Am J Obstet Gynecol. 2018;219(4):403.e1-.e9.
dc.relation.referencesÁlvarez-Díaz DA, Valencia-Álvarez E, Rivera JA, Rengifo AC, Usme-Ciro JA, Peláez-Carvajal D, et al. An updated RT-qPCR assay for the simultaneous detection and quantification of chikungunya, dengue and zika viruses. Infection, Genetics and Evolution. 2021;93:104967.
dc.relation.referencesSchmittgen TD, Livak KJ. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method. Nature protocols. 2008;3(6):1101-8.
dc.relation.referencesWalker TL, Yasuda T, Adams DJ, Bartlett PF. The doublecortin-expressing population in the developing and adult brain contains multipotential precursors in addition to neuronal-lineage cells. J Neurosci. 2007;27(14):3734-42.
dc.relation.referencesHannan AJ, Henke RC, Seeto GS, Capes-Davis A, Dunn J, Jeffrey PL. Expression of doublecortin correlates with neuronal migration and pattern formation in diverse regions of the developing chick brain. J Neurosci Res. 1999;55(5):650-7.
dc.relation.referencesCortese M, Goellner S, Acosta EG, Neufeldt CJ, Oleksiuk O, Lampe M, et al. Ultrastructural Characterization of Zika Virus Replication Factories. Cell reports. 2017;18(9):2113-23.
dc.relation.referencesDzhindzhev NS, Yu QD, Weiskopf K, Tzolovsky G, Cunha-Ferreira I, Riparbelli M, et al. Asterless is a scaffold for the onset of centriole assembly. Nature. 2010;467(7316):714-8.
dc.relation.referencesWang X, Tsai JW, Imai JH, Lian WN, Vallee RB, Shi SH. Asymmetric centrosome inheritance maintains neural progenitors in the neocortex. Nature. 2009;461(7266):947-55.
dc.relation.referencesYingling J, Youn YH, Darling D, Toyo-Oka K, Pramparo T, Hirotsune S, et al. Neuroepithelial stem cell proliferation requires LIS1 for precise spindle orientation and symmetric division. Cell. 2008;132(3):474-86.
dc.relation.referencesMarthiens V, Rujano MA, Pennetier C, Tessier S, Paul-Gilloteaux P, Basto R. Centrosome amplification causes microcephaly. Nat Cell Biol. 2013;15(7):731-40.
dc.relation.referencesHodge RD, Nelson BR, Kahoud RJ, Yang R, Mussar KE, Reiner SL, et al. Tbr2 is essential for hippocampal lineage progression from neural stem cells to intermediate progenitors and neurons. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 2012;32(18):6275-87.
dc.relation.referencesGraham V, Khudyakov J, Ellis P, Pevny L. SOX2 Functions to Maintain Neural Progenitor Identity. Neuron. 2003;39(5):749-65.
dc.relation.referencesHevner RF. Intermediate progenitors and Tbr2 in cortical development. Journal of Anatomy. 2019;235(3):616-25.
dc.relation.referencesRuss AP, Wattler S, Colledge WH, Aparicio SA, Carlton MB, Pearce JJ, et al. Eomesodermin is required for mouse trophoblast development and mesoderm formation. Nature. 2000;404(6773):95-9.
dc.relation.referencesLancaster MA, Renner M, Martin C-A, Wenzel D, Bicknell LS, Hurles ME, et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 2013;501(7467):373-9.
dc.relation.referencesGabriel E, Ramani A, Altinisik N, Gopalakrishnan J. Human Brain Organoids to Decode Mechanisms of Microcephaly. Frontiers in Cellular Neuroscience. 2020;14:115.
dc.relation.referencesMihalas AB, Elsen GE, Bedogni F, Daza RAM, Ramos-Laguna KA, Arnold SJ, et al. Intermediate Progenitor Cohorts Differentially Generate Cortical Layers and Require Tbr2 for Timely Acquisition of Neuronal Subtype Identity. Cell Rep. 2016;16(1):92-105.
dc.relation.referencesVaswani AR, Blaess S. Reelin Signaling in the Migration of Ventral Brain Stem and Spinal Cord Neurons. Frontiers in cellular neuroscience. 2016;10:62-.
dc.relation.referencesAlpuche-Lazcano SP, Saliba J, Costa VV, Campolina-Silva GH, Marim FM, Ribeiro LS, et al. Profound downregulation of neural transcription factor Npas4 and Nr4a family in fetal mice neurons infected with Zika virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. 2021;15(5):e0009425.
dc.relation.referencesLedur PF, Karmirian K, Pedrosa CdSG, Souza LRQ, Assis-de-Lemos G, Martins TM, et al. Zika virus infection leads to mitochondrial failure, oxidative stress and DNA damage in human iPSCderived astrocytes. Scientific Reports. 2020;10(1):1218.
dc.relation.referencesLimonta D, Jovel J, Kumar A, Airo AM, Hou S, Saito L, et al. Human Fetal Astrocytes Infected with Zika Virus Exhibit Delayed Apoptosis and Resistance to Interferon: Implications for Persistence. Viruses. 2018;10(11).
dc.relation.referencesLi H, Saucedo-Cuevas L, Regla-Nava JA, Chai G, Sheets N, Tang W, et al. Zika Virus Infects Neural Progenitors in the Adult Mouse Brain and Alters Proliferation. Cell stem cell. 2016;19(5):593-8.
dc.relation.referencesLossia OV, Conway MJ, Tree MO, Williams RJ, Goldthorpe SC, Srinageshwar B, et al. Zika virus induces astrocyte differentiation in neural stem cells. Journal of NeuroVirology. 2018;24(1):52-61.
dc.relation.referencesMartin C-A, Murray JE, Carroll P, Leitch A, Mackenzie KJ, Halachev M, et al. Mutations in genes encoding condensin complex proteins cause microcephaly through decatenation failure at mitosis. Genes & development. 2016;30(19):2158-72.
dc.relation.referencesNeitzel H, Neumann LM, Schindler D, Wirges A, Tönnies H, Trimborn M, et al. Premature chromosome condensation in humans associated with microcephaly and mental retardation: a novel autosomal recessive condition. American journal of human genetics. 2002;70(4):1015-22.
dc.relation.referencesGruber R, Zhou Z, Sukchev M, Joerss T, Frappart PO, Wang ZQ. MCPH1 regulates the neuroprogenitor division mode by coupling the centrosomal cycle with mitotic entry through the Chk1-Cdc25 pathway. Nat Cell Biol. 2011;13(11):1325-34.
dc.relation.referencesMeertens L, Labeau A, Dejarnac O, Cipriani S, Sinigaglia L, Bonnet-Madin L, et al. Axl Mediates ZIKA Virus Entry in Human Glial Cells and Modulates Innate Immune Responses. Cell Rep. 2017;18(2):324-33.
dc.relation.referencesXie S, Zhang H, Liang Z, Yang X, Cao R. AXL, an Important Host Factor for DENV and ZIKV Replication. Frontiers in cellular and infection microbiology. 2021;11:575346-.
dc.relation.referencesNowakowski TJ, Pollen AA, Di Lullo E, Sandoval-Espinosa C, Bershteyn M, Kriegstein AR. Expression Analysis Highlights AXL as a Candidate Zika Virus Entry Receptor in Neural Stem Cells. Cell Stem Cell. 2016;18(5):591-6.
dc.relation.referencesWhite SH. How Hydrogen Bonds Shape Membrane Protein Structure. Advances in Protein Chemistry. 72: Academic Press; 2005. p. 157-72.
dc.relation.referencesWilliams G. Advanced Biology For You: OUP Oxford; 2015.
dc.relation.referencesMcGrath EL, Rossi SL, Gao J, Widen SG, Grant AC, Dunn TJ, et al. Differential Responses of Human Fetal Brain Neural Stem Cells to Zika Virus Infection. Stem Cell Reports. 2017;8(3):715-27.
dc.rights.accessrightsinfo:eu-repo/semantics/openAccess
dc.subject.decsNeurodevelopmental Disorders
dc.subject.decsTrastornos del Neurodesarrollo
dc.subject.decsZika Virus Infection/embryology
dc.subject.decsInfección por el Virus Zika/embriología
dc.subject.decsModelos Teóricos
dc.subject.decsModels, Theoretical
dc.subject.proposalVirus zika
dc.subject.proposalNeurodesarrollo
dc.subject.proposalMicrocefalia
dc.subject.proposalDocking
dc.subject.proposalInmunohistoquímica
dc.subject.proposalZika virus
dc.subject.proposalNeurodevelopment
dc.subject.proposalMicrocephaly
dc.subject.proposalDocking
dc.subject.proposalImmunohistochemistry
dc.title.translatedMorphological and molecular study in a model of zika infection during embryonic neurogenesis
dc.type.coarhttp://purl.org/coar/resource_type/c_bdcc
dc.type.coarversionhttp://purl.org/coar/version/c_ab4af688f83e57aa
dc.type.contentText
dc.type.redcolhttp://purl.org/redcol/resource_type/TM
oaire.accessrightshttp://purl.org/coar/access_right/c_abf2
oaire.fundernameMinciencias
dcterms.audience.professionaldevelopmentEstudiantes
dcterms.audience.professionaldevelopmentInvestigadores
dcterms.audience.professionaldevelopmentMaestros
dcterms.audience.professionaldevelopmentPúblico general


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Tesis de Maestría - Alicia ...
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Tesis de Maestría en Neurociencias
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