La mitigación del envejecimiento del ovocito bovino a través del suministro de NMN durante la maduración in vitro
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Resumen
La disminución de NAD⁺ y el envejecimiento ovocitario se asocian con pérdida de competencia. La β-nicotinamida mononucleótido (NMN), precursor de NAD⁺, podría sostener el estado energético/redox durante la maduración in vitro (MIV). Evaluamos la suplementación con NMN en ovocitos bovinos bajo MIV estándar (22–24 h) y extendida (30 h, 48 h), comparando control (C), control envejecido (CE) y NMN 5, 1, 0,1, 0,01 μM. Se registraron tasas de clivaje y blastocistos; en ovocitos maduros se midieron ROS (H₂DCFDA) y GSH (CMF2HC) y un índice cortical/citoplasmático de F-actina. Para expresión génica, la qPCR se realizó en embriones (blastocistos D7–D8, expandidos) de C, CE y N0,01, analizando TP53, SIRT1, BAX, PARP1, DNMT3 y POU5F1/OCT4 (referencia: H2FZ). A 22–24 h, 0,01 μM incrementó la blastulación frente a C (40,7 % vs 28,9 %); el clivaje no cambió entre tratamientos. A 30 h, CE redujo clivaje (54,8 % vs 67,5 %) y blastocistos (18,6 % vs 28,0 %); 0,01 μM restauró ambos (68,5 % y 29,0 %), comparable a C y superior a CE; las otras dosis no mostraron diferencias. A 48 h, la blastulación cayó de 30,8 % (C) a 6,4 % (CE); NMN no revirtió (≈0–3 %). En ovocitos maduros, ROS aumentó en CE y se normalizó con 0,01 μM; GSH fue mayor en CE; el índice de F-actina se aproximó a 1 con 0,01 μM (equilibrio), mientras C/CE tendieron a >1. En qPCR, TP53 aumentó con 0,01 μM; SIRT1/BAX mostraron tendencias; PARP1, DNMT3 y POU5F1/OCT4 no cambiaron. (texto tomado de la fuente)
Abstract
Depletion of NAD⁺ and oocyte aging are associated with loss of developmental competence. β-Nicotinamide mononucleotide (NMN), a NAD⁺ precursor, may support the energetic/redox state during in vitro maturation (IVM). We evaluated NMN supplementation in bovine oocytes under standard IVM (22–24 h) and extended IVM (30 h, 48 h), comparing control (C), aged control (CE), and NMN at 5, 1, 0.1, and 0.01 µM. Cleavage and blastocyst rates were recorded; in mature oocytes we measured ROS (H₂DCFDA), GSH (CMF2HC), and a cortical/cytoplasmic F-actin index. For gene expression, qPCR was performed on
embryos (expanded D7–D8 blastocysts) from C, CE, and N0.01, analyzing TP53, SIRT1, BAX, PARP1, DNMT3, and POU5F1/OCT4 (reference: H2FZ). At 22–24 h, 0.01 µM increased blastulation vs C (40.7% vs 28.9%); cleavage did not differ among treatments. At 30 h, CE reduced cleavage (54.8% vs 67.5%) and blastocysts (18.6% vs 28.0%); 0.01 µM restored both (68.5% and 29.0%), comparable to C and higher than CE; other doses showed no differences. At 48 h, blastulation dropped from 30.8% (C) to 6.4% (CE); NMN did not reverse this decline (~0–3%). In mature oocytes, ROS increased in CE and normalized with 0.01 µM; GSH was higher in CE; the F-actin index approached 1 with 0.01 µM (balanced cortex/cytoplasm), whereas C/CE tended to be >1. In qPCR, TP53 increased with 0.01 µM; SIRT1/BAX showed trends; PARP1, DNMT3, and POU5F1/OCT4 were unchanged.
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